Méthodes et analyses servant à mesurer la qualité des oléagineux

Lorsque le Laboratoire de recherches sur les grains effectue des essais qualitatifs sur les oléagineux, il se fonde sur les méthodes mises au point par des organismes rédacteurs de normes reconnus à l'échelle internationale, comme l'Organisation internationale de normalisation (ISO) ou l'American Oil Chemists' Society (AOCS), ou il utilise ces méthodes pour étalonner ses essais.

De nombreux pays acceptent ces méthodes comme procédures de référence pour le règlement des différends commerciaux; elles ont des limites de répétabilité et de reproductibilité bien définies, établies lors d'essais collectifs.

Méthodes et analyses

Composition en acides gras
La composition des acides gras est déterminée selon les méthodes ISO no 12966-1:2014 (Corps gras d'origines animale et végétale -- Chromatographie en phase gazeuse des esters méthyliques d'acides gras—Partie 1 : Lignes directrices relatives à la chromatographie en phase gazeuse moderne des esters méthyliques d'acides gras) et ISO no 12966-1:2011 (Corps gras d'origines animale et végétale—Chromatographie en phase gazeuse des esters méthyliques d'acides gras—Partie 2 : Préparation des esters méthyliques d'acides gras à l’aide d’une colonne Supelcowax-10 (colonne de 15 m sur 0,32 mm enduite d'une couche de 0,25 µm). Seules les données relatives aux principaux acides gras sont rapportées. Les échantillons peuvent aussi contenir jusqu’à 1 % d’autres acides gras mineurs, qui sont compris dans les calculs.
La composition en acides gras et l’indice d’iode (calculé à partir de la composition en acides gras) sont déterminés grâce à un procédé qui commence par l’extraction d’une partie de l’huile, suivie de la conversion chimique des acides gras des triacylglycérols en esters méthyliques d'acides gras individuels par dérivatisation alcaline. Les esters méthyliques d'acides gras sont alors analysés par chromatographie en phase gazeuse; ils sont séparés en fonction de la longueur de leur chaîne de carbone et de leur nombre d’insaturation. La méthode est rapide, exacte et fiable, et elle peut servir à l’analyse d’un grand nombre d’échantillons.
Les valeurs fonctionnelles et nutritives des différentes huiles végétales dépendent de la nature des divers acides gras qui sont incorporés à l’huile comme ses éléments constitutifs (triacylglycérols). Par exemple, l'acide érucique constitue environ 50 % des acides gras de l'huile de colza traditionnelle et c'est le produit recherché pour la plupart des applications industrielles de cette huile. Par contre, l'huile de canola a été conçue pour être « exempte » d'acide érucique (C22:1) pour des raisons nutritives. Par définition, l'acide érucique doit représenter moins de 2 % de tous les acides gras de l'huile de canola. L'expression « huile de canola » sert à désigner une huile dérivée de la graine du genre Brassica (Brassica napus, Brassica rapa et Brassica juncea) dont l'acide érucique constitue moins de 2 % de tous les acides gras. Des ventes récentes aux États-Unis de produits dérivés de l'huile de canola étaient fondées sur la faible teneur en acides gras saturés de cette huile (surtout les acides palmitique et stéarique), sa forte teneur en acides gras monoinsaturé (surtout l'acide oléique) et son bon rapport d'acides gras polyinsaturés (près de 2 : acide linoléique, un oméga-6, par rapport à acide α-linoléique, un oméga-3).
La composition en acides gras dépend principalement de la variété et du milieu de croissance. Il est important de connaître l'effet de l'environnement sur la composition en acides gras du canola afin de choisir la provenance des graines qui serviront à produire des huiles répondant aux spécifications des transformateurs américains en matière d'acides gras saturés (moins de 7 %).
Composition en acides gras
La composition des acides gras est déterminée selon les méthodes ISO no 12966-1:2014 (Corps gras d'origines animale et végétale -- Chromatographie en phase gazeuse des esters méthyliques d'acides gras—Partie 1 : Lignes directrices relatives à la chromatographie en phase gazeuse moderne des esters méthyliques d'acides gras) et ISO no 12966-1:2011 (Corps gras d'origines animale et végétale—Chromatographie en phase gazeuse des esters méthyliques d'acides gras—Partie 2 : Préparation des esters méthyliques d'acides gras à l’aide d’une colonne Supelcowax-10 (colonne de 15 m sur 0,32 mm enduite d'une couche de 0,25 µm). Seules les données relatives aux principaux acides gras sont rapportées. Les échantillons peuvent aussi contenir jusqu’à 1 % d’autres acides gras mineurs, qui sont compris dans les calculs.
La composition en acides gras et l’indice d’iode (calculé à partir de la composition en acides gras) sont déterminés grâce à un procédé qui commence par l’extraction d’une partie de l’huile, suivie de la conversion chimique des acides gras des triacylglycérols en esters méthyliques d'acides gras individuels par dérivatisation alcaline. Les esters méthyliques d'acides gras sont alors analysés par chromatographie en phase gazeuse; ils sont séparés en fonction de la longueur de leur chaîne de carbone et de leur nombre d’insaturation. La méthode est rapide, exacte et fiable, et elle peut servir à l’analyse d’un grand nombre d’échantillons.
Les valeurs fonctionnelles et nutritives des différentes huiles végétales dépendent de la nature des divers acides gras qui sont incorporés à l’huile comme ses éléments constitutifs (triacylglycérols). Par exemple, l'acide érucique constitue environ 50 % des acides gras de l'huile de colza traditionnelle et c'est le produit recherché pour la plupart des applications industrielles de cette huile. Par contre, l'huile de canola a été conçue pour être « exempte » d'acide érucique (C22:1) pour des raisons nutritives. Par définition, l'acide érucique doit représenter moins de 2 % de tous les acides gras de l'huile de canola. L'expression « huile de canola » sert à désigner une huile dérivée de la graine du genre Brassica (Brassica napus, Brassica rapa et Brassica juncea) dont l'acide érucique constitue moins de 2 % de tous les acides gras. Des ventes récentes aux États-Unis de produits dérivés de l'huile de canola étaient fondées sur la faible teneur en acides gras saturés de cette huile (surtout les acides palmitique et stéarique), sa forte teneur en acides gras monoinsaturé (surtout l'acide oléique) et son bon rapport d'acides gras polyinsaturés (près de 2 : acide linoléique, un oméga-6, par rapport à acide α-linoléique, un oméga-3).
La composition en acides gras dépend principalement de la variété et du milieu de croissance. Il est important de connaître l'effet de l'environnement sur la composition en acides gras du canola afin de choisir la provenance des graines qui serviront à produire des huiles répondant aux spécifications des transformateurs américains en matière d'acides gras saturés (moins de 7 %).
Indice d'iode
L’indice d’iode détermine le degré d’insaturation calculé à partir de la composition des acides gras, en fonction de la méthode no Cd 1c-85 recommandée par l’American Oil Chemists Society (AOCS), mise à jour en 1995 et réapprouvée en 1997, Indice d’iode calculé.
L'indice d'iode indique la quantité totale d'acides gras insaturés dans une huile. Par définition, il s’agit de la mesure du nombre de grammes d'iode qui se combineront à 100 grammes d'huile. À l'origine, on faisait réellement réagir des échantillons d'huile et d'iode, mais on peut calculer l'indice d'iode à partir de la composition en acides gras de l’huile à l’aide de la méthode no Cd 1c-85 de l’AOCS.
Lors d'analyses courantes, l'indice d'iode des graines de lin ou de canola peut être déterminé à l’aide d’un spectrophotomètre dans le proche infrarouge étalonné en fonction de la méthode no Cd 1c-85 de l’AOCS. Il est préférable que les graines de lin destinées à la fabrication de peintures et d'encres aient un indice d'iode élevé (189 ou plus), alors que la fabrication de linoléum requiert un indice légèrement inférieur (environ 182).
Teneur en acides gras libres
La teneur en acides gras libres est déterminée selon une méthode modifiée de la méthode décrite dans Ke et coll., Analytica Chemica Acta 99:387-391 (1978) et est exprimée en pourcentage d’acide oléique dans l’huile. On utilise l’acide oléique et un poids moléculaire de 282 pour les calculs. Les options d’indicateurs et de réactifs figurent également dans l’ISO no 660 Corps gras d’origines animale et végétale – Détermination de l’indice d’acide et de l’acidité.
On mesure les acides gras libres au moyen d'un titrage acide-base de l'huile extraite de la graine pendant la détermination de la teneur en huile.
Cet essai mesure la proportion d'huile (triacylglycérols) qui s'est décomposée (hydrolysée) suite à l'activité chimique ou microbiologique. Les acides gras libres doivent être éliminés au cours du traitement puisqu'ils réduisent le point de fumée des gras à frire et qu'ils s'oxydent rapidement, ce qui donne un goût rance à l'huile. L'essai mesure directement l'aptitude technologique de l'huile et sert en fait à estimer la quantité d'hydroxyde de sodium requise pour raffiner l'huile. Comme cet essai reflète la qualité des graines, il indique également les dommages et le grade. Les graines de canola de grade supérieur contiennent en général moins de 0,7 % d'acides gras libres quoiqu'il soit arrivé à quelques reprises dans l'Est canadien et en 1989 dans l'Ouest que l'on ait dépassé ce niveau pour des raisons qui restent inexpliquées. En général, les spécifications internationales pour les grades supérieurs prévoient 2 % d'acides gras libres.
Teneur en chlorophylle
La teneur en chlorophylle est déterminée selon la méthode de l'Organisation internationale de normalisation (ISO) no 10519:1997(F), Graines de colza - Détermination de la teneur en chlorophylle - Méthode spectrométrique. Les résultats sont exprimés en milligrammes par kilogramme (mg/kg) de grains.
Dans le cadre de l’analyse par la méthode de référence ISO no 10519, la chlorophylle est extraite de la graine à l’aide des solvants adéquats, et la teneur en chlorophylle est déterminée par spectroscopie. Par ailleurs, notre laboratoire utilise des spectromètres dans le proche infrarouge étalonnés selon la méthode ISO no 10519 et modifiés de façon à inclure les longueurs d’ondes visibles et ainsi permettre la détermination rapide de la teneur en chlorophylle des échantillons de grain.
La chlorophylle est le pigment vert qui se trouve dans tous les végétaux verts; elle est essentielle à la photosynthèse. Les graines oléagineuses immatures contiennent beaucoup de chlorophylle pendant leur développement. Cette chlorophylle est métabolisée pendant la maturation, de sorte que les graines mûres contiennent très peu de chlorophylle. En raison de la nature indéterminée du processus de floraison et de maturation du canola B. napus, les graines de canola peuvent contenir d'importantes quantités de chlorophylle. La situation est exacerbée par les conditions de culture du canola au Canada; l’ensemencement se fait en mai et juin, et la récolte d’août à octobre, ce qui veut dire une courte saison de croissance. Cela pose des problèmes pendant le traitement, puisque la chlorophylle est extraite en même temps que l'huile, à laquelle elle donne une couleur verte ou brune qui est difficile et chère à éliminer. En plus d'avoir une couleur indésirable, les huiles à forte teneur en chlorophylle ont tendance à devenir rances et sont difficiles à hydrogéner pour en faire de la margarine ou du shortening.
On estime la teneur en chlorophylle du canola lors de l'attribution du grade par une évaluation visuelle du « pourcentage de graines nettement vertes ». Il a été démontré qu’un niveau d'environ 24 mg/kg de chlorophylle correspond à environ 2 % de graines nettement vertes dans le canola canadien composé de B. rapa et de B. napus. Les spécifications commerciales pour les huiles de canola fixent une limite de 25 à 30 mg/kg, ce qui représente de 22 à 24 mg/kg pour les graines.
Teneur en glucosinolates
La teneur en glucosinolates est déterminée selon la méthode de l’Organisation internationale de normalisation (ISO) no 9167-3 : 2007(F), Graines de colza – Dosage des glucosinolates – Partie 3 : Méthode spectrométrique pour les glucosinolates totaux par libération de glucose. Les résultats sont les glucosinolates totaux exprimés en micromoles par gramme (µmol/g) en utilisant un taux d’humidité de 8,5 % pour le canola et la matière sèche pour toutes les moutardes.
Les glucosinolates sont ioniques, c'est-à-dire que ce sont des molécules chargées. Pour en déterminer la teneur, on commence par les extraire de la graine dans de l'eau bouillante, puis on utilise la chromatographie par échange d'ions pour les isoler de l'interférence d'autres composés. Ensuite, on les convertit en molécules neutres avec une enzyme, puis on les sépare pour faire une analyse quantitative par chromatographie liquide à haute performance. En utilisant la méthode ISO no 9167-3, plutôt que l’analyse par CLHP, les glucosinolates neutres sont hydrolysés par une enzyme, et une molécule de glucosinolate libère une molécule de glucose. On mesure alors la teneur totale en glucose par spectrométrie, ce qui mène à la détermination de la teneur totale en glucosinolates. La teneur totale en glucosinolates peut aussi être déterminée à l’aide d’un spectromètre dans le proche infrarouge étalonné selon la méthode ISO no 9167–3: 2007.
Les glucosinolates sont des composantes naturelles du canola, du colza et des graines de moutarde. Ces composés se trouvent dans tous les légumes de la famille Brassica (chou, chou de Bruxelles, radis, brocoli, chou-fleur) et sont responsables de la forte odeur et du goût prononcé pour lesquels ces légumes sont recherchés. Les glucosinolates sont aussi des substances toxiques naturelles dont la consommation en grande quantité est associée au goitre et aux maladies du foie. Les graines Brassica comme le colza et la moutarde sont particulièrement riches en glucosinolates, alors que les graines de canola, par définition, affichent une teneur totale en glucosinolates beaucoup plus faible. S'il est souhaitable que les graines de moutarde, destinées à être transformées en condiment, aient un taux élevé de glucosinolates, la forte concentration de ces substances dans le tourteau de colza restreint l'utilisation de cette graine comme source de protéines dans les aliments composés pour animaux. En sélectionnant le colza pour en réduire le taux de glucosinolates on a obtenu le canola. Des études nutritionnelles ont montré qu'il est possible d'utiliser beaucoup plus de tourteau de canola que de tourteau de colza dans la composition des aliments pour animaux. — La définition actuelle du canola nécessite le dosage d'une partie seulement des glucosinolates totaux (les glucosinolates aliphatiques). Les graines de canola contiennent moins de 30 micromoles par gramme de ces composés aliphatiques exprimés en pourcentage de la matière exempte d'huile et en fonction d'une teneur en eau de 8,5 %. De nos jours, le canola Brassica napus cultivé au Canada contient moins de 18 micromoles par gramme de glucosinolates totaux dans une graine entière dont la teneur en eau est de 8,5 %.
Teneur en huile
La teneur en huile est déterminée par résonance magnétique nucléaire (RMN) selon la méthode de l’Organisation internationale de normalisation (ISO) no 10565:1992(F) Graines oléagineuses - Détermination simultanée de la teneur en huile et en eau - Méthode par spectrométrie par résonance magnétique nucléaire pulsée. Les résultats ont été obtenus à l’aide d’un analyseur de résonance magnétique nucléaire de modèle Bruker Mq10 Minispec étalonné avec les échantillons d’oléagineux extraits d’éther de pétrole pertinents selon la méthode ISO no 659:2009 (Graines oléagineuses — Détermination de la teneur en huile (Méthode de référence). Il s’agit de la méthode de référence pour la détermination de la teneur en huile recommandée par la Fédération des associations d’huiles, graines et graisses (FOSFA) dans sa liste de méthodes d’analyse officielles.
Conformément à la méthode ISO no 659:2009, la teneur en huile se mesure directement en broyant la graine et en extrayant l'huile à l’aide d’une unité d’extraction manuelle Soxtec 2055 (Soxtec Avanti, Foss). La méthode officielle prévoit des étapes répétées d’extraction par solvants suivies de nouvelles périodes de broyage et d'extraction, jusqu'à ce que toute l'huile ait été extraite. It s’agit d’un très long procédé; l'analyse peut durer jusqu’à 2,5 jours par échantillon, pour un maximum de 12 échantillons par jour dans nos installations. Il est possible d'analyser la teneur en huile indirectement soit par spectrométrie par résonance magnétique nucléaire (NMR) ou par spectroscopie de réflexion dans le proche infrarouge (NIRS), comme le décrit la méthode ISO no 10565:1992. La technique NMR mesure l'énergie de résonance absorbée par les atomes d'hydrogène dans la phase liquide de l'échantillon, et elle donne des résultats très exacts et précis. On peut aussi prévoir la teneur en huile en utilisant un spectromètre dans le proche infrarouge pour mesurer l'énergie du proche infrarouge (1100 à 2500 nm) absorbée par l'échantillon. Les techniques NMR et NIRS augmentent la vitesse de traitement des échantillons; la NIRS ne donne cependant pas des résultats aussi précis que les méthodes d'extraction.
La teneur en huile se définit comme la quantité maximale de matière (lipides) qui peut être extraite de la graine au moyen de solvants organiques, de l'hexane ou de l'éther de pétrole. L'essai permet d'estimer la quantité d'huile qui pourrait être extraite par trituration industrielle dans des conditions optimales. On estime que les systèmes commerciaux d'extraction par solvants ou par pré-pression et solvants peuvent récupérer de 97 à 99 % de la teneur en huile déterminée par la méthode d’analyse. La trituration directe (à froid) permet en général d'extraire de 90 à 92 % de l'huile. La qualité de l'huile extraite en laboratoire diffère grandement de la qualité de l'huile extraite par les procédés industriels. En général, l'huile extraite lors des analyses est composée d'environ 99 % de molécules de triacylglycérol (le produit final que l'on souhaite obtenir) et elle est sans couleur. Le prétraitement de la graine, dont le but est de rehausser l'efficacité de l'extraction industrielle, donne une huile brute très colorée qui contient environ 96 % des molécules de triacylglycérol recherchées. Les matières et la couleur indésirables sont éliminées par le raffinage et le blanchiment.
La teneur en huile du canola s'exprime en fonction d'une teneur en eau de 8,5 %. Cette convention a été adoptée en 1970 à la demande du secteur des oléagineux qui voulait pouvoir comparer les résultats de nos enquêtes et les spécifications du commerce international qui sont exprimées en fonction d'une teneur en eau telle quelle. Les contrats commerciaux canadiens précisent en général une teneur en huile minimale de 41 % pour le canola. À l’époque, on a choisi 8,5 % comme teneur en eau moyenne pour le colza canadien bien que les teneurs en eau moyennes du canola exporté ces dernières années se situent entre 7 et 8 %. Pour ce qui est des graines de lin et du soja, la teneur en huile s'exprime en pourcentage de la matière sèche quoique les spécifications commerciales précisent habituellement une teneur en eau telle quelle.
Teneur en protéines
La teneur en protéines est déterminée selon la méthode officielle no Ba4e-93 de l’AOCS, mise à jour en 1995 et réapprouvée en 1997, Méthode de combustion pour déterminer la protéine brute. Les résultats sont exprimés en pourcentage, N x 6,25, calculé selon un taux d’humidité précisé. Pour le canola, le taux d’humidité est de 8,5 %, alors que pour le lin, le soja et toutes les moutardes, la teneur en protéines est calculée selon la matière sèche.
Dans le cadre de cette méthode, des échantillons de grain sont broyés et chauffés à très haute température (environ 900 °C), en présence d’oxygène. Ce procédé de combustion entraîne la libération de dioxyde de carbone, d’eau et d’azote. On mesure l’azote gazeux, et la réponse de l’instrument est convertie en une teneur en azote (une fois l’instrument étalonné à l’aide d’un composé pur dont la concentration d’azote est connue). La teneur en azote est convertie en une teneur en protéines brutes en fonction d’un facteur particulier qui dépend de la séquence des acides aminés du grain analysé. Dans le cas des oléagineux, par convention, le facteur est de 6,25.
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